ФЕНОТИПИЧЕСКИЙ СОСТАВ И ХЕМИЛЮМИНЕСЦЕНТНАЯ АКТИВНОСТЬ МОНОЦИТОВ У БОЛЬНЫХ ПОЧЕЧНО- КЛЕТОЧНЫМ РАКОМ

Целью исследования явилось изучение особенности взаимосвязи фенотипического состава моноцитов с их уровнем «респираторного взрыва» у больных почечно-клеточным раком (ПКР). Обследовано 73 больных ПКР (Т3N0М0, светлоклеточный тип). Исследование фенотипа моноцитов проводили методом проточной цитометрии. Уровень «респираторного взрыва» в моноцитах определяли с помощью спонтанной и зимозан-индуцированной люминоли люцигенин-зависимой хемилюминесценции. У больных ПКР установлены изменения в фенотипическом составе и интенсивности «респираторного взрыва» моноцитов периферической крови. Изменения в субпопуляционном составе моноцитов при ПКР определяются увеличением количества клеток с фенотипом CD14lowCD16+ («неклассические»). Установлен дисбаланс в экспрессии активационных маркеров на моноцитах онкологических больных: снижается количество моноцитов, экспрессирующих HLA-DR-антиген, и повышается число клеток с экспрессией CD64. Интенсивность «респираторного взрыва» в общей фракции моноцитов крови при ПКР снижена. При этом выявляются особенности в распределении интенсивности «респираторного взрыва» по субпопуляциям моноцитов: при ПКР снижается активность «респираторного взрыва» в моноцитах с фенотипом CD14+CD16-, но повышается в моноцитах с фенотипом CD14+CD16+ и CD14lowCD16+. Подобное перераспределение может быть связано с повышением роли данных субпопуляций моноцитов в иммунопатогенезе почечно-клеточного рака. 

почечно-клеточный рак, моноциты, субпопуляции, функциональная активность, маркеры активации, респираторный взрыв

1. Аполихин О.И., Сивков А.В., Солнцева Т.В., Комарова В.А. Анализ урологической заболеваемости в Российской Федерации в 2005-2010 годах // Экспериментальная и клиническая урология, 2012. No 2. С. 4-12. [Apolihin O.I., Sivkov A.V., Solnceva T.V., Komarova V.A. Analysis of urologic diseases in the Russian Federation in 2005-2010. Eksperimental`naya i klinicheskaya urologiya = Experimental and Clinical Urology, 2012, no. 2, pp. 4-12. (In Russ.)]

2. Головкин А.С., Матвеева В.Г., Кудрявцев И.В., Григорьев Е.В., Великанова Е.А., Байракова Ю.В. Субпопуляции моноцитов крови при неосложненном течении периоперационного периода коронарного шунтирования // Медицинская иммунология, 2012, Т. 14, No 4-5. С. 305-312. [Golovkin A.S., Matveeva V.G., Kudrjavcev I.V., Grigor’ev E.V., Velikanova E.A., Bajrakova Ju.V. Blood monocyte subpopulations during uncomplicated coronary artery bypass surgery. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2012, Vol. 14, no. 4-5, pp. 305-312. (In Russ.)]

3. Владимиров Ю.А., Проскурина Е.В. Свободные радикалы и клеточная хемилюминесценция // Успехи биологической химии, 2009. T. 49. C. 341-388. [Vladimirov Ju.A., Proskurina E.V. Free radicals and cellular chemiluminescence. Uspekhi biologicheskoy khimii = Advances of Biological Chemistry, 2009, Vol. 49, pp. 341-388. (In Russ.)]

4. Зурочка А.В., Котляров А.Н., Кувайцев М.В., Квятковская С.В., Зурочка В.А., Рябова Л.В., Хайдуков С.В. Изменение экспрессии HLA-DR-антигенов на моноцитах у детей и ее клиническая значимость при сепсисе // Медицинская иммунология, 2008. Т. 10, No 4-5. С. 379-388. [Zurochka A.V., Kotljarov A.N., Kuvajcev M.V., Kvjatkovskaja S.V., Zurochka V.A., Rjabova L.V., Khajdukov S.V. Changes of HLA-DR antigen expression on monocytes in children and their clinical significance in sepsis. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2008, Vol. 10, no. 4-5, pp. 379-388. (In Russ.)]

5. Куртасова Л.М., Савченко А.А., Шкапова Е.А. Клинические аспекты функциональных нарушений нейтрофильных гранулоцитов при онкопатологии. Новосибирск: Наука, 2009. 184 с. [Kurtasova L.M., Savchenko A.A., Shkapova E.A. Clinical aspects of functional disorders of neutrophil granulocytes in oncopathology]. Novosibirsk: Nauka, 2009. 184 p.

6. Писарева Л.Ф., Бояркина А. П., Одинцова И.Н., Гурина Л.И., Алексеева Г.Н. Эпидемиология рака почки в регионе Сибири и Дальнего Востока (1994-2008) // Урология, 2013. No 3. С. 52-56. [Pisareva L.F., Bojarkina A.P., Odincova I.N., Gurina L.I., Alekseeva G.N. The epidemiology of kidney cancer in the region of Siberia and the Far East (1994-2008). Urologiya = Urology, 2013, no. 3, pp. 52-56. (In Russ.)]

7. Савченко А.А., Здзитовецкий А.Г., Борисов А.Г., Лузан Н.А. Хемилюминесцентная и энзиматическая активность нейтрофильных гранулоцитов у больных распространенным гнойным перитонитом в зависимости от исхода заболевания // Вестник РАМН, 2014. No 4-5. С. 23-28. [Savchenko A.A., Zdzitovetskiy D.E., Borisov A.G., Luzan N.A. Chemiluminescent and Enzyme Activity of Neutrophils in Patients with Widespread Purulent Peritonitis Depending on the Outcome of Disease. Vestnik RAMN = Bulletin of the Russian Academy of Medical Sciences, 2014, no. 4-5, pp. 23-28. (In Russ.)]

8. Теблоева Л.М., Гусева О.А., Филиппов С.В., Хайдуков С.В. Активация и дифференцировка моноцитов периферической крови при пародонтите // Медицинская иммунология, 2014. Т. 16, No 2. С. 165-172. [Tebloeva L.M., Guseva O.A., Filippov S.V., Khajdukov S.V. Activation and differentiation of peripheral blood monocytes in periodontitis. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2014, Vol. 16, no. 2, pp. 165-172. (In Russ.)]

9. Хайдуков С.В., Байдун Л.А., Зурочка А.В., Тотолян Арег А. Стандартизованная технология «Исследование субпопуляционного состава лимфоцитов периферической крови с применением проточных цитофлюориметров-анализаторов» (Проект) // Медицинская иммунология, 2012. Т. 14, No 3. С. 255-268. [Khajdukov S.V., Bajdun L.A., Zurochka A.V., Totolian Areg A. Standardized technology «Research of lymphocytes subpopulation composition in peripheral blood using flow cytometry analyzers» (Draft). Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2012, Vol. 14, no. 3, pp. 255-268. (In Russ.)]

10. Ярилин А.А. Иммунология. М.: ГЭОТАР-Медиа, 2010. 752 с. [Yarilin A.A. Immunology]. Moscow: GAOTAR-Media, 2010. 752 p.

11. Abern M.R., Scosyrev E., Tsivian M., Messing E.M., Polascik T.J., Dudek A.Z. Survival of patients undergoing cytoreductive surgery for metastatic renal cell carcinoma in the targeted-therapy era. Anticancer Res., 2014, Vol. 34, no. 5, pp. 2405-2411.

12. Appleby L.J., Nausch N., Midzi N., Mduluza T., Allen J.E., Mutapi F. Sources of heterogeneity in human monocyte subsets. Immunol. Lett., 2013, Vol. 152, no. 1, pp. 32-41.

13. Becze E. Stress and inflammation combine to fuel cancer growth. ONS Connect., 2014, Vol. 29, no. 4, pp. 30-31.

14. Demaret J., Walencik A., Jacob M.C., Timsit J.F., Venet F., Lepape A., Monneret G. Inter-laboratory assessment of flow cytometric monocyte HLA-DR expression in clinical samples. Cytometry B Clin. Cytom., 2013, Vol. 84, no. 1, pp. 59-62.

15. Farkas A., Kemény L. Monocyte-derived interferon-alpha primed dendritic cells in the pathogenesis of psoriasis: new pieces in the puzzle. Int. Immunopharmacol., 2012, Vol. 13, no. 2. pp. 215-218.

16. Gao Y., Huang D. The value of the systematic inflammation-based Glasgow Prognostic Score in patients with gastric cancer: A literature review. J. Cancer Res. Ther., 2014, Vol. 10, no. 4, pp. 799-804.

17. Gordon S. Targeting a monocyte subset to reduce inflammation. Circ. Res., 2012, Vol. 110, no. 12, pp. 15461548.

18. Hristov M., Schmitz S., Nauwelaers F., Weber C. A flow cytometric protocol for enumeration of endothelial progenitor cells and monocyte subsets in human blood. J. Immunol. Methods, 2012, Vol. 381, no. 1-2, pp. 9-13.

19. Ishizuka M., Oyama Y., Abe A., Tago K., Tanaka G., Kubota K. Clinical Significance of an Inflammationbased Prognostic System for Gastric Cancer Patients with a Preoperative Normal Serum Level of Carcinoembryonic Antigen. Anticancer Res., 2014, Vol. 34, no. 12, pp. 7219-7226.

20. Langlet C., Tamoutounour S., Henri S., Luche H., Ardouin L., Grégoire C., Malissen B., Guilliams M. CD64 expression distinguishes monocyte-derived and conventional dendritic cells and reveals their distinct role during intramuscular immunization. J. Immunol., 2012, Vol. 188, no. 4, pp. 1751-1760.

21. Lauvau G., Chorro L., Spaulding E., Soudja S.M. Inflammatory monocyte effector mechanisms. Cell Immunol., 2014, Vol. 291, no. 1-2, pp. 32-40.

22. Li Y., Lee P.Y., Kellner E.S., Paulus M., Switanek J., Xu Y., Zhuang H., Sobel E.S., Segal M.S., Satoh M., Reeves W.H. Monocyte surface expression of Fcgamma receptor RI (CD64), a biomarker reflecting type-I interferon levels in systemic lupus erythematosus. Arthritis Res. Ther., 2010, Vol. 12, no. 3, p. 90.

23. Luider J.1., Cyfra M., Johnson P., Auer I. Impact of the new Beckman Coulter Cytomics FC 500 5-color flow cytometer on a regional flow cytometry clinical laboratory service. Lab. Hematol., 2004, Vol. 10, pp. 102-108.

24. Maecker H., McCoy P., Nussenblatt R. Standardizing immunophenotyping for the human immunology project. Nat. Rev. Immunol., 2012, Vol. 12, pp. 191-200.

25. Mancardi D.A., Albanesi M., Jönsson F., Iannascoli B., van Rooijen N., Kang X., England P., Daëron M., Bruhns P. The high-affinity human IgG receptor FcγRI (CD64) promotes IgG-mediated inflammation, anaphylaxis, and antitumor immunotherapy. Blood, 2013, Vol. 121, no. 9, pp. 1563-1573.

26. Monneret G., Venet F. Monocyte HLA-DR in sepsis: shall we stop following the flow? Crit. Care, 2014, Vol. 18, no. 1, pp. 102.

27. Nocca G., De Sole P., Gambarini G., De Palma F., Parziale V., Giardina B., Lupi A. Alteration of monocytic cell oxidative burst caused by methacrylic monomers present in dental materials: a chemiluminescence study. Luminescence, 2006, Vol. 21, no. 3, pp. 202-206.

28. Qu C., Brinck-Jensen N.S., Zang M., Chen K. Monocyte-derived dendritic cells: targets as potent antigenpresenting cells for the design of vaccines against infectious diseases. Int. J. Infect. Dis., 2014, Vol. 19, pp. 1-5.

29. Serbina N.V., Shi C., Pamer E.G. Monocyte-mediated immune defense against murine Listeria monocytogenes infection. Adv. Immunol., 2012, Vol. 113, pp. 119-134.

30. Shi C., Pamer E.G. Monocyte recruitment during infection and inflammation. Nat. Rev. Immunol., 2011, Vol. 11, no. 11, pp. 762-774.

31. Skrzeczyńska-Moncznik J., Bzowska M., Loseke S., Grage-Griebenow E., Zembala M., Pryjma J. Peripheral blood CD14high CD16+ monocytes are main producers of IL-10. Scandinavian Journal of Immunology, 2008, Vol. 67, no. 2, pp. 152-159.

32. Stec M., Baran J., Baj-Krzyworzeka M., Weglarczyk K., Gozdzik J., Siedlar M., Zembala M. Chemokine receptors and chemokine production by CD34+ stem cell-derived monocytes in response to cancer cells. Anticancer Res., 2012, Vol. 32, no. 11, pp. 4749-4753.

33. Strehl C., Fangradt M., Fearon U., Gaber T., Buttgereit F., Veale D.J. Hypoxia: how does the monocytemacrophage system respond to changes in oxygen availability? J. Leukoc. Biol., 2014, Vol. 95, no. 2, pp. 233-241.

34. Tallone T., Turconi G., Soldati G., Pedrazzini G., Moccetti T., Vassalli G. Heterogeneity of human monocytes: an optimized four-color flow cytometry protocol for analysis of monocyte subsets. J. Cardiovasc. Transl. Res., 2011, Vol. 4, no. 2, pp. 211-219.

35. Tolouei Semnani R., Moore V., Bennuru S., McDonald-Fleming R., Ganesan S., Cotton R., Anuradha R., Babu S., Nutman T.B. Human monocyte subsets at homeostasis and their perturbation in numbers and function in filarial infection. Infect. Immun., 2014, Vol. 82, no. 11, pp. 4438-4446.

36. Zhan Y., Wu L. Functional regulation of monocyte-derived dendritic cells by microRNAs. Protein Cell, 2012, Vol. 3, no. 7, pp. 497-507.

37. Ziegler-Heitbrock L. Monocyte subsets in man and other species. Cell Immunol., 2014, Vol. 289, no. 1-2, pp. 135-139.

38. Ziegler-Heitbrock L., Ancuta P., Crowe S., Dalod M., Grau V., Hart D.N., Leenen P.J., Liu Y.J., MacPherson G., Randolph G.J., Scherberich J., Schmitz J., Shortman K., Sozzani S., Strobl H., Zembala M., Austyn J.M., Lutz M.B. Nomenclature of monocytes and dendritic cells in blood. Blood, 2010, Vol. 116, no. 16, pp. 74-80.